segunda-feira, 26 de outubro de 2015

TODA TROMBOCITOPENIA É CAUSADA POR HEMOPARASITAS?

TODA TROMBOCITOPENIA É CAUSADA POR HEMOPARASITAS?

     A resposta com toda certeza é não. Um dos parâmetros hematológicos avaliados no hemograma é  contagem de plaquetas. Os resultados obtidos podem variar dependendo do de diversos fatores, mas quando falamos da análise laboratorial propriamente dita deve-se levar em consideração a técnica empregada. Alguns laboratórios utilizam técnicas diretas como a contagem em câmara de Newbauer ou analisador hematológico e indireta na avaliação do esfregaço sanguíneo.  A diminuição do valor da contagem de plaquetas abaixo da referência para a espécie indica trombocitopenia. Várias enfermidades são associadas aos mecanismos que levam ao consumo, diminuição da produção, destruição e seqüestro das plaquetas. Os hemoparasitas podem desencadear mais de um mecanismo diferentes como sequestro esplênico e lesão medular, todavia não devem ser encaradas como diagnóstico conclusivo nos pacientes trombocitopênicos.
     Trombocitopenia causada por diminuição da sua produção ocorrem por mielossupressão, pancitopenia idiopática, FIV, FELV,  doenças mieloproliferativas e por drogas imunossupressoras, como quimioterápicos, a fenilbutazona, sulfametoxazol-trimetropim, griseofulvina, cloranfenicol e o estrógenos.
     As causas do aumento da utilização das plaquetas são decorrentes de perda sanguínea, hemangiossarcoma,  septicemia, necrose maciça, coagulação intravascular  (CID), síndrome hemolítica urêmica e vasculite.
     O sequestro das plaquetas da circulação é observada principalmente na esplenomegalia. Outros órgãos responsáveis pelo sequestro são o fígado e os pulmões.
     O aumento da destruição das plaquetas ocorre por doenças infecciosas, como a erliquiose, a anemia infecciosa equina, leishmaniose, FIV, FELV, ou por trombocitpenia imunomediada, medicamentos e toxinas.
     A pseudotrombocitopenia, ou falsa trombocitopenia, ocorre por erros no procedimento de coleta e homogenização da amostra de sangue que causa a ativação e agregação de plaquetas, pelo tipo de anticoagulante utilizado ou pela presença de agregados plaquetários secundários a enfermidades.



quarta-feira, 7 de outubro de 2015

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Efeitos do excesso de EDTA na amostra sanguínea



terça-feira, 6 de outubro de 2015

Avaliação morfológica das células sanguíneas de coelho

Figura 1- Células sanguíneas de coelho. Panótico. Objetiva 100x.

Figura 2- Monócito em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

Figura 3- Três heterófilos e uma eosinófilo ( seta) em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

Figura 4-  Linfócito em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

Figura 5- Heterófilo em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

sábado, 26 de setembro de 2015

Células sanguíneas de Jabuti piranga ( Geochelone carbonaria)

Nossa querida colaboradora dessa semana foi a Jabuti Pretinha, trazida por Samira estagiária do laboratorio de Patologia, que após machucar o membro anterior esquerdo veio ao lab realizar exames para avaliar como anda sua saúde. 

Lâminas realizadas com a Coloração de Giemsa: Os eritrócitos nucleados maduros não estão marcados. Os linfócitos foram representados por setas azuis. Os trombócitos com setas vermelhas. Os heterófilos marcados com setas amarelas. Os monócitos estão com setas brancas. Basófilos são referenciados com setas verdes. Eritrócito imaturos policromatófilos estão com a seta laranja.
Lâmina corada pelo método de azul de cresil brilhante evidencia a presença de reticulócitos ( setas pretas).









quinta-feira, 27 de agosto de 2015

Anemia microcítica em animais domésticos

ANEMIA MICROCÍTICAS EM ANIMAIS DOMÉSTICOS

MICROCYTIC ANEMIA IN DOMESTIC ANIMALS
ETIOLOGIA E DIAGNÓSTICO LABORATORIAL

Polliana Alves Franco, M.V. M.S.c. Ciência Animal - UFMS
VetAnalisa – Laboratório Veterinário
Rua Professor Severino Ramos de Queirós, 226.
Vila Glória. Campo Grande – MS
Contato: ( 67) 3201-6012 / 9244-9229


A anemia é um distúrbio hematológico caracterizado pela redução simultânea dos valores de volume globular (VG), número de eritrócitos circulantes e teor de hemoglobina. As principais causas estão correlacionadas com processos hemolíticos, perda sanguínea e hipo ou aplasia medular. De maneira didática são classificadas em microcíticas, normocíticas e macrocíticas, essa determinação vem da avaliação do Volume Corpuscular Médio (VCM) que tem relação direta com o tamanho das hemácias. A anemia de pacientes que apresentam valores de VCM abaixo dos observados para a referência da espécie são  denominadas como do tipo microcítica, ou seja, as hemácias apresentam   tamanho médio reduzido.  
                A teoria para que as hemácias produzidas pela medula óssea tornem-se menores é justificada pelo fato de que elas tem que carrear certo nível de hemoglobina no seu interior. No momento que a produção da molécula de hemoglobina é ineficiente há a indução de mitoses adicionais mantendo os níveis de hemoglobina de uma hemácia normocítica em um corpúsculo de menor tamanho.  A princípio esse mecanismo funciona porém com a progressão da doença observa-se que a Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM)  tende  a reduzir alterando a classificação a anemia microcítica normocrômica inicial  para  uma anemia microcítica hipocrômica.

Figura 1 – Esfregaço sanguíneo de cão apresentando microcitose e hipocromia. Coloração de Panótico. Objetiva 100x.

As causas primárias (TABELA 1) deste tipo específico de anemia são: a deficiência de ferro (Fe 2+), seja ela por deficiência nutricional, distrúrbio metabólico ou perda sanguínea.   O conhecimento das causas primárias permite gerar uma série de diagnósticos diferenciais que podem afetar os animais tais como as endoparasitoses, hemorragias crônicas, coagulopatias, anemia da inflamação, neoplasias e deficiências nutricionais.
A deficiência de ferro nutricional é inicialmente normocrômica e a medida que os estoques de ferro corpóreo vão reduzindo as hemácias microcíticas consequentemente serão produzidas. Como o leite contém pouco ferro os animais recém nascidos em fase de crescimento são mais predispostos a desenvolver anemia secundária a deficiência do mineral.
A anemia causada pela perda crônica de sangue é ocasionada pela deficiência do Fe 2+. O Ferro não é o único componente perdido capaz de influenciar no processo de anemia, porém é o que detém  papel principal. A perda sanguínea para o meio externo de modo crônico pode ocorrer tanto pelo trato gastrointestinal como pelo trato urinário. A reticulocitose pode estar presente até que haja depleção dos estoques de ferro.
A patogenia da anemia causada pela Doença Inflamatória Crônica (DIA) envolve mecanismos que alteram a sobrevida dos eritrócitos (elevação de IL-1 e lesões oxidativas), a diminuição da mobilização do Fe 2+ e hipoplasia da série eritrocitária. A sua ocorrência é comum nos mamíferos uma vez que está associada a doenças como neoplasias malignas, processos inflamatórios crônicos, infecções bacterianas, fúngicas e por protozoários, geralmente é normocítica normocrômica, mas pode progredir para a microcitose.
A anemia causada pela deficiência de Cobre em suínos e cães está relacionada ao transporte do Ferro. Quando há deficiência de Cobre existe menor atividade da oxidase férrica que diminui a absorção intestinal e diminui a liberação do ferro para fora dos macrófagos o que consequentemente o torna indisponível levando a síntese defeituosa da Hemoglobina.
O mecanismo causador da anemia em animais com Shunts portossistêmicos não foram totalmente esclarecidos, acredita-se que ocorra deficiência funcional do Fe 2+ decorrente do prejuízo na síntese de moléculas carreadoras secundária ao dano hepático.
 A Diseritropoese em cães da raça English Springer Spaniel é um distúrbio familiar de patogenia desconhecida que causa polimiopatia, megaesôfago, cardiopatia e anemia microcítica não regenerativa. A avaliação sanguínea desses animais revela rubricitose, esferocitose, codocitose, dacriocitose, esquizocitose e eritrócitos vacuolizados.
     Os achados laboratoriais observados no esfregaço sanguíneo incluem alterações morfológicas nas hemácias, além da microcitose, pois elas são mais propensas a danos estruturais. Ainda podem ser encontrados leptocitose, codocitose, hipocromia, anisocitose, poliquilócitose, hemácias fragmentadas (esquistócitos) e em alguns casos trombocitose.
A terapêutica nesses casos deve levar em consideração o diagnóstico etiológico primário, posto que a simples reposição do ferro perdido pode não ser suficiente para cessar o mecanismo pelo qual a anemia foi gerada. A transfusão sanguínea pode ser utilizada como medida a ser tomada em casos de urgência, porém os clínicos veterinários devem ter em mente que a anemia não é a causa e sim uma anormalidade secundária provocada por um distúrbio crônico importante que pode em alguns casos ter prognóstico desfavorável.

Tabela 1 – Principais causas de anemia microcítica normocrômica ou hipocrômica em animais domésticos.
·         Deficiência de ferro (semanas a meses)
· Hemorragia externa crônica (úlceras gastrointestinal e hematúria)
·         Deficiência de Cobre
·         Deficiência de vitamina B6 – piridoxona
·         Shunts porto sistêmico
·         Doença Inflamatória Crônica
·         Insuficiência hepática
·         Envenenamento por Molibdênio
·   Diseritropoese em cães da raça English Springer Spaniel







MICROCITOSE EM ANIMAIS NÃO ANÊMICOS

· · ·
Alguns cães da raça Akita e Shiba tem valores de VCM mais baixos que a referência estabelecida para a espécie canina que variando em torno de 50 a 60 fL. Outros cães de origem japonesa como Jindo, Chow chow e Sharpei podem apresentar hemácias com valores de volume médios inferiores aos valores de normalidade. Potros e filhotes de gatos possuem valores de VCM menores quando comparados aos animais de idade adulta.

Referência Bibliográfica


FLEISCHMAN, W. Anemia: Determining the Cause. Compendium: Continuing Education for Veterinarians. p. E1- E9. 2012.

GARCIA, C. Z., HERRERA, M. de S., JÚNIOR, J. M. F., ALMEIDA, M. F., RAMOS, M. H. F., SACCO, S. R. Anemia microcítica em pequenos animais. Revista Científica Eletrônica de Medicina Veterinária. Ano VI, n. 11. 2008.

HARVEY, J.W. Microcytic Anemias. In: FELDMAN, B.F.; ZINKL, J.G.; JAIN, N.C. Schalm’s Veterinary Hematology. 5.ed. Philadelphia: Lippincott Williams&Wilkins, p.200-204, 2000.

MEYER, D. J. , COLES, E. H., RICH, L. J. Medicina de Laboratório Veterinária. Primeira edição. São Paulo: Roca, p. 11 – 23. 1995.

SOETAN, K. O., OLAIYA, C. O., OYEWOLE, O. E. The importance of mineral elements for humans, domestic animals and plants: A review. African Journal of Food Science. Vol. 4(5) p. 200-222, 2010.

STOCKHAM, S. L. & SCOTT, M. A. Fundamentos de Patologia Clínica Veterinária. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan. 2 ed. p. 90-186. 2008.

segunda-feira, 27 de julho de 2015

terça-feira, 7 de julho de 2015

Seminoma Canino

Figura 1 - Avaliação citológica de seminoma canino. Células com padrão de cromatina reticulado, alta relação núcleo citoplasma e citoplasma basifílico. Giensa. Objetiva 100x. 

Comentário do patologista: 
 Os sinais clínicos, apesar de incomuns, associados a enfermidade são feminização, prostatite, adenomas perianais e aumento testicular uni ou bilateral. Os seminomas são capazes de  secretar de hormônios andrógenos e dessa maneira podem levar ao aumento patológico da prostata. A orquiectomia é indicada como medida terapêutica nos casos diagnosticadas deste tipo de neoplasia.

terça-feira, 19 de maio de 2015

Importância da Classificação das Anemias



    Quando nos deparamos com o laudo do hemograma muitos deles apresentam anemia e é importante para o clínico conseguir compreender o mecanismo que desencadeia o distúrbio. A partir do momento que conseguimos associar alterações sejam elas morfológicas ou quantitativas ( avaliação dos índices hematimétricos - VGM e CHGM) à determinados tipos de enfermidades fica mais fácil chegar ao diagnóstico definitivo uma vez que consequentemente diminui-se o leque de diagnósticos diferenciais. Os esquemas aqui descritos tem a finalidade de auxiliar os clínicos veterinário na elucidação das anemias apresentadas por seus pacientes. 

Figura 1- Classificação das anemias com base na regeneração medular.



Figura 2 - Histograma das causas e alterações observadas nas anemias regenerativas 

Figura 3 - Histograma das causas das anemias regenerativas baseadas nos índices hematimétricos.

quarta-feira, 1 de abril de 2015

Técnicas Laboratoriais do Laboratório Clínico Veterinário

Técnicas Laboratoriais do Laboratório Clínico Veterinário  

1. Determinação do número de hemácias /microlitro de sangue 

A) Técnica do tubo de ensaio
  • Colocar 4 ml do diluente em tubo de ensaio
  • Homogeneizar a amostra
  • Com uma pipeta automática, aspirar 20 ml de sangue
  • Limpar o sangue na parte externa da pipeta
  • Adicionar o sangue ao diluente (diluição de 1:200)
  • Homogeneizar a solução
  • Preencher a câmara de Neubauer
  • Lavar ao microscopio optico, em aumento de 400x
  • Contar 5/25 quadrados do quadradro central da camara
  • O total encontrado nos cinco quadrados deve ser multiplicado por 10.000 (Segundo Jain, 1993)
    B) Técnica da pipeta de Thoma para glóbulos vermelhos
  • Homogeneizar a amostra
  • Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma
  • Limpar o sangue na parte externa da pipeta
  • Completar com o diluente de Gower até a marca 101, obtendo-se uma diluição de 1:200
  • Homogeneizar a solução
  • Desprezar as três primeiras gotas
  • Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por alguns minutos
  • Levar ao microscópio óptico, em aumento de 400x
  • Contar 5/25 quadrados do quadrado central da câmara
  • O total encontrado nos cinco quadrados deve ser multiplicado por 10.000 (Segundo Jain, 1993)

  • 2. Determinação do Volume Globular ou Hematócrito 
  • Homogeneizar a amostra
  • Preencher um tubo capilar em aproximadamente 2/3 do seu comprimento com sangue
  • Limpar a parte externa do tubo capilar
  • Fechar a extremidade do lado oposto ao da entrada do sangue com a massa acrílica
  • Colocar na microcentrífuga a parte com a massa virada para a borracha
  • Centrifugar a 10.000 rpm por 5 minutos para carnívoros, eqüinos e durante 10 minutos para ruminantes, exceto caprinos que são necessários 15 minutos
  • Realizar a leitura do cartão, sendo o resultado expresso em percentagem (%) (Segundo Schalm, 1974)
    3. Determinação da Hemoglobina
    (Técnica com o reagente de Cianometahemoglobina)
  • Homogeneizar a amostra
  • Identificar tres tubosde ensaio com P (padrão), T (teste) e B (branco)
  • Adicionar 5 ml de diluente em cada tubo
  • Adicionar 20 ml de sangue notubo T e homogeneizar bem Adicionar 20 ml do padrão (kit comercial no tubo P e homogeneizar bem
  • Deixar em repouso por 5 minutos
  • Limpar o tubo que será utilizado no fotocolorímetro com uma gaze
  • Zerar o aparelho com o branco
  • Efetuar a leitura em filtro de 540 mm, em absorbância
  • O valor do padrão é obtido dividindo-se por 10, pela sua leitura
  • O valor do teste é obtido multiplicando-se o valor do padrão pela leitura do teste
  • O resultado é dado em gramas por decilitro (g/dl) (Segundo Coles, 1984)
    4. Determinação do número total de leucócitos/ ml de sangue

    A) Técnica do tubo de ensaio
  • Colocar 0,4 ml do diluente em tubo de ensaio
  • Homogeneizar a amostra
  • Com uma pipeta automática, aspirar 20 ml de sangue
  • Limpar o sangue na parte externa da pipeta
  • Adicionar o sangue ao diluente (diluição de 1:20)
  • Homogeneizar a solução
  • Preencher a câmara de Neubauer
  • Lavar ao microscópio óptico, em aumento de 100x
  • Contar os quatro quadrados grandes da câmara
  • O total encontrado nos quatro quadrados deve ser multiplicado por 52,5
  • Expressar o resultado como total de leucócitos/ml ou mm3

    B) Técnica da pipeta de Thoma para Glóbulos Brancos
  • Homogeneizar a amostra
  • Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma
  • Limpar o sangue na parte externa da pipeta
  • Completar com o diluente de Turk até a marca 11, obtendo-se uma diluição de 1:20
  • Homogeneizar a solução
  • Desprezar as três primeiras gotas
  • Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por alguns minutos
  • Levar ao microscópio óptico, em aumento de 100x
  • Contar os quatro quadrados grandes da câmara
  • O total encontrado nos quatro quadrados grandes deve ser multiplicado por 50 (segundo Jain, 1993)
    5. Contagem diferencial de leucócitos
    (Técnica para confecção do esfregaço sangüíneo)
  • Limpar bem a lamina para desengordurar
  • Homogeneizar a amostra
  • Colocar uma gota de sangue próxima a uma das extremidades da lamina e com outra lamina ou lamínula (como extensora), encostar na frente da gota e quando esta espalhar, arrastá-la para frente com um movimento rápido e homogêneo
  • angulo entre a lamínula e a extensora deve ser de aproximadamente 45°
  • Secar a lamina ao ar, imediatamente após a sua confecção
  • Identificar a lamina com o nome do animal ou o numero da ficha
  • Corar a lamina, iniciando do mais claro (álcool) para o mais escuro, deixando aproximadamente 10 segundos nos tres corantes do panótico
  • Retirar sempre o excesso entre um corante e outro e lavar em água corrente após o ultimo corante
  • Depois de seco, observar o esfregaço em microscópio óptico, a principio, em aumento de 400x para avaliação inicial da distribuição celular sucedido do reconhecimento, contagem e avaliação citomorfológica, feitos em aumento de 1000x (objetiva de imersão) (segundo Matos & Matos, 1995)
    6. Contagem de plaquetas

    A) Contagem direta
  • Homogeneizar a amostra
  • Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma
  • Limpar o sangue na parte externa da pipeta
  • Completar com o diluente de Gower até a marca 101, obtendo-se uma diluição de 1:200
  • Homogeneizar a solução
  • Desprezar as três primeiras gotas
  • Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por 20 minutos em câmara úmida (placa de Petri com algodão embebido em água)
  • Levar ao microscópio óptico, em aumento de 400x
  • Contar 25 quadrados centrais do dois lados da câmara
  • O total encontrado nos 25 quadrados deve ser multiplicado por 1.000 (Segundo Jain, 1993)

    B) Contagem Indireta 
  • Homogeneizar a amostra
  • Fazer o esfregaço sangüíneo
  • Observar em objetiva de imersão (aumento de 1000x)
  • Contar o número de plaquetas em 5 campos, com aproximadamente 100 hemácias cada
  • Multiplicar o total de plaquetas pelo número de hemácias (Segundo Coles, 1984)
    7. Urinálise
  • Observar a coloração, odor, aspecto e volume
  • Colocar 10 ml da amostra no tubo cônico e mergulhar a fita reativa na amostra
  • Retirar o excesso da urina da fita (inclinado-a lateralmente em um papel tendo-se o cuidado para que um resultado não seja interferido pôr outro)
  • Anotar os resultados pertinentes (glicose, proteína, billirrubina, urobilinogenio, cetona, sangue, Ph e nitrito)
  • Colocar o tubo com amostra para centrifugar pôr 5 minutos a 1.500 rpm, para realização da sedimentoscopia · sobrenadante é desprezado deixando-se 0,5 ml do sedimento e este é colocado entre lamina e lamínula
  • Observa-se em microscopio optico em aumento de 400x se apresenta leucocitos, eritrocitos, celulas epiuteliais, cilindros, bactérias, leveduras e fungos, cristais, espermatozoides. É importante mover o condensador para baixo
  • Para verificação da densidade, coloca-se uma gota da amostra no refratômetro, observando-se a escala do lado direito (Segundo Matos & Matos, 1995)
    8. Determinação da proteína plasmática total (PPT) e do fibrinogênio 
  • Homogeneizar a amostra
  • Preencher um tubo capilar em aproximadamente 2/3 do seu comprimento com sangue
  • Limpar a parte externa do tubo capilar
  • Fechar a extremidade do lado oposto ao da entrada do sangue com a massa acrílica
  • Colocar na microcentrífuga a parte com a massa virada para a borracha
  • Centrifugar a 10.000 rpm por 5 minutos para carnívoros, eqüinos e durante 10 minutos para ruminantes, exceto caprinos que são necessários 15 minutos
  • Calibrar o refratômetro com agua destilada (o inicio da faixa azul deve estar no W), secar a plataforma
  • Apos a centrifugação, com o tubo é realizada a dosagem do VG e da PPT, onde o tubo é quebrado acima da coluna de leucocitos e o plasma é colocado no refratômetro, previamente calibrado, fazendo-se então a leitura (ponto onde a linha azul se inicia na escala e é expresso em g/dl)
  • O segundo tubo é levado ao banho maria a 56 ºC pôr tres minutos, para a coagulação do fibrinogênio, sendo centrifugado novamente pôr mais três minutos para que ocorra a precipitação do fibrinogênio
  • A diferença entre a primeira leitura (PPT) e a Segunda (proteina sem fibrinogênio) é multiplicado pôr 1000 é o valor do fibrinogênio dado em mg/dl
  • quinta-feira, 26 de março de 2015

    NOTA TÉCNICA N°/2011 UVR/CGDT/DEVEP/SVS/MS

    NOTA TÉCNICA N°/2011 UVR/CGDT/DEVEP/SVS/MS


    Esclarecimentos sobre o diagnóstico sorológico da leishmaniose visceral canina utilizado na rede pública de saúde
    MINISTÉRIO DA SAÚDE
    SECRETARIA DE VIGILÂNCIA EM SAÚDE
    Subcoordenação de Zoonoses Vetoriais e Raiva
    Esplanada dos Ministérios, Edifício-Sede, 1º andar, Ala Norte
    CEP 70.058-900 – Brasília-DF – Telefones: (61) 3213 - 8151/8150

    NOTA TÉCNICA N° /2011 – UVR/CGDT/DEVEP/SVS/MS

    Assunto: Esclarecimentos sobre o diagnóstico sorológico da leishmaniose visceral canina
    utilizado na rede pública de saúde.


    1. Cães infectados pela Leishmania chagasi, com ou sem sinais clínicos,
    transmitem o parasito para os insetos vetores. Neste sentido, o diagnóstico clínico por si
    só, muitas vezes, não é suficiente, sendo necessária a realização de exames laboratoriais.
    2. As técnicas laboratoriais usualmente utilizadas para o diagnóstico da
    Leishmaniose Visceral Canina (LVC), no mundo, são parasitológicas e sorológicas.
    Sendo estas últimas mais indicadas para inquéritos epidemiológicos.
    3. Não existem testes diagnósticos com 100% de sensibilidade e
    especificidade para LVC. Os testes diagnósticos, para serem utilizados em saúde
    pública, são avaliados sob todos os parâmetros, tais como: sensibilidade, especificidade,
    valor preditivo negativo, valor preditivo positivo, reprodutibilidade, facilidade e
    exequibilidade.
    4. Os métodos diagnósticos sorológicos da LVC recomendados pelo
    Programa de Vigilância e Controle da PVC-LV para os órgãos de saúde pública, no
    Brasil, são utilizados na rotina e nos inquéritos caninos em municípios onde já houve
    registro da doença. Esses métodos são o Ensaio Imunoenzimático (Elisa), como método
    de triagem, e a Reação de Imunofluorescência Indireta (Rifi), (titulação > 1:40), como
    confirmatório.
    5. Os conjuntos diagnósticos utilizados para a realização dos testes
    sorológicos possuem registro no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
    (Mapa) e são produzidos pelo laboratório Bio-Manguinhos, da Fundação Oswaldo Cruz
    – RJ.
    6. Segundo Lira et al (2006), a avaliação desses kits de Elisa e Rifi em
    associação mostrou uma sensibilidade de 92% e especificidade de 100%. Enquanto que,
    quando utilizados separadamente, a Rifi apresentou sensibilidade de 68% e
    especificidade de 87,5%, e o Elisa, sensibilidade de 72% e especificidade de 87,5%. Em
    outra avaliação, Machado et. al. (2007) demonstraram que esses testes, analisados em
    quatro laboratórios distintos, apresentaram, no mínimo, sensibilidade de 98,8% e
    especificidade de 94,7% para a Rifi, e o Elisa obteve 98% de sensibilidade e 96,5% de
    especificidade.
    No estudo realizado por Lira et al (2006), o Valor Preditivo Positivo (VPP) e
    Valor Preditivo Negativo (VPN) do Elisa foram, respectivamente, 90,0% e 66,7%. Os
    resultados da análise de Rifi apresentaram valores de VPP e VPN de 89,5% e 63,6%,
    respectivamente. Quando utilizados em associação, esses teste demonstraram VPP de
    100% e VPN de 55,2%.
    7. A concordância do valor de índice kappa para o Elisa foi de 0,975 (Lira
    et al, 2006), ou seja, concordância substancial segundo parâmetros de Shrout (1998).
    8. Cabe ressaltar que houve uma melhora significativa na qualidade do
    diagnóstico laboratorial da LVC realizado na rede pública nos últimos anos. Esse fato se
    deu pela preocupação do Ministério da Saúde em aprimorar as ferramentas utilizadas.
    Os testes foram avaliados sob todos os parâmetros, para definição de testes sorológicos
    a serem utilizados em saúde pública, como: sensibilidade, especificidade, valor
    preditivo negativo, valor preditivo positivo, multiplicidade, facilidade e exequibilidade.
    9. Os lotes de Elisa e Rifi, produzidos pelo laboratório Bio-Manguinhos,
    além de passarem pelo controle de qualidade interno do próprio laboratório, antes de
    serem disponibilizados ao MS, são encaminhados ao Laboratório de Referência
    Nacional Funed/MG e passam por um segundo e rigoroso controle de qualidade. Os
    resultados das avaliações realizadas pela Funed/MG demonstram que todos os lotes de
    Rifi liberados para o uso na rede pública, em 2011, tiveram sensibilidade média acima
    de 98,3% e a especificidade superior a 94,1%. Já nos de Elisa, a sensibilidade estava
    acima de 95% e a especificidade foi de 100%.
    Lotes com sensibilidade ou especificidade inferior a 90% não são liberados para
    o uso em saúde pública. Esse protocolo de controle de qualidade adotado assegura a
    confiança no diagnóstico laboratorial da rede pública, quando comparado à rede
    privada, em que não há um controle de qualidade externo dos lotes utilizados.
    10. É importante considerar que os resultados das análises de acurácia dos
    testes diagnósticos podem variar bastante entre os estudos, pois dependem de alguns
    aspectos relacionados ao desenho deles, tais como: o padrão ouro utilizado (técnicas
    empregadas, tipos de amostras, definição de caso positivo e negativo), a prevalência da
    doença na população em estudo e a seleção do padrão ouro negativo (área endêmica ou
    área indene). Desta maneira, solicita-se que informações discordantes das aqui
    apresentadas sejam informadas à Secretaria de Vigilância em Saúde (SVS/MS).
    11. Um estudo que demonstre os reais valores de acurácia dos testes da LVC,
    na prática dos programas de saúde pública, deve, de preferência, selecionar amostras de
    cães de forma aleatória, de uma base populacional proveniente de área endêmica, onde
    o padrão ouro positivo e negativo se origine dessa mesma amostra. Dessa forma,
    estaremos avaliando a qualidade dos testes na situação encontrada na rotina dos serviços
    de saúde de áreas endêmicas, onde existem animais infectados; animais não-infectados
    que não tiveram contato com o parasito; e animais não-infectados que entraram em
    contato com o parasito e podem ou não ter desenvolvido resposta imune contra este
    parasito.
    12. A seleção do padrão ouro negativo de áreas indenes não permite avaliar a
    capacidade do teste de diferenciar, sorologicamente, animais infectados de animais nãoinfectados
    que tiveram contato com o parasito, pois só existirão na amostra do padrão
    ouro negativo animais que não tiveram contato com o parasito.
    13. O grupo de animais não infectados, que tiveram contato com o parasito
    em alguma fase de sua a vida, são, em tese, os mais difíceis de serem diferenciados
    pelos testes sorológicos e representam uma parcela significativa da população canina de
    áreas endêmicas. Esse grupo é responsável pela maior parte das discordâncias entre os
    resultados do diagnóstico entre a rede pública de saúde e a privada.
    14. Nesse sentido, o MS encomendou um estudo à Fundação Oswaldo Cruz
    do Rio de Janeiro, cujo desenho de estudo considerou os pontos abordados nos
    parágrafos anteriores. O estudo tinha como objetivo construir o painel sorológico de
    1.600 cães, oriundos de quatro municípios endêmicos e de quatro regiões diferentes do
    país, visando a utilizá-lo para validar os testes sorológicos da LVC atualmente
    utilizados na rede pública de saúde; e do teste rápido imunocromatográfico que a Bio-
    Manguinhos também pretendia produzir.
    15. O relatório final do estudo foi elaborado no mês de maio de 2011 em
    uma reunião da qual participaram representantes da Fiocruz/RJ, Funed/MG, Instituto
    Aldofo Lutz/SP, Laboratório do Centro de Controle de Zoonoses de Campo
    Grande/MS, Grupo Técnico das Leishmanioses/MS e Coordenação-Geral de
    Laboratórios (CGLAB/MS). Com base nos resultados do estudo, as principais
    considerações e recomendações do grupo foram:
    I. Considerações
    · O cenário utilizado, atualmente, no Programa de Vigilância e Controle da
    Leishmaniose Visceral, realizando a triagem com o Elisa e o confirmatório com
    a Rifi (1:40), apresentou sensibilidade e especificidade dentro do esperado.
    Entretanto, nessa avaliação, o cenário que utilizou o teste rápido
    imunocromatográfico como triagem e o Elisa como confirmatório demonstrou
    melhor acurácia que os demais.
    · Na avaliação da reprodutibilidade dos testes entre os laboratórios, observou-se
    uma concordância substancial para os testes de Elisa; moderada para o teste
    rápido imunocromatográfico; e fraca para as Rifis, segundo parâmetros de
    Shrout (1998).
    · É importante considerar a operacionalização dos testes e a oportunidade dos
    resultados. O teste rápido imunocromatográfico, como teste de triagem,
    apresenta vantagens e facilidades, tais como: rapidez, simplicidade, praticidade,
    realização a partir de uma pequena amostra de sangue total, soro ou plasma,
    além de não exigir equipamentos laboratoriais específicos, armazenamento sob
    refrigeração e especialização tecnológica. O Elisa permite a realização de um
    número maior de amostras e fornece resultados automatizados, eliminando a
    subjetividade na leitura.
    II. Recomendações
    · A não-utilização da Rifi como teste único de diagnóstico da LVC.
    · A substituição do cenário utilizado atualmente (triagem com Elisa e confirmação
    com Rifi, titulação 1:40) pelo cenário que emprega o teste rápido
    imunocromatográfico como teste de triagem e o Elisa como teste confirmatório.
    · A realização do teste rápido imunocromatográfico utilizando-se sangue total,
    soro ou plasma.
    · A realização do Elisa utilizando-se soro sanguíneo.
    · Estudos que avaliem o teste rápido imunocromatográfico quanto à
    confiabilidade, utilizando-se amostras de sangue total e soro sanguíneo; e quanto
    à capacidade de diferenciar cães vacinados de outros infectados.
    16. Apesar da recomendação do PVC-LV, bem como do Relatório Final da
    Reunião de Validação dos kits de diagnóstico da leishmaniose visceral canina, alguns
    municípios utilizam apenas a Rifi (titulação > 1:40) como método diagnóstico. Os
    motivos pelos quais não é feita a triagem com o Elisa nessas localidades são:
    · A intermitência no fornecimento de kits de Elisa por parte do laboratório Bio-
    Manguinhos;
    · A falta de equipamentos (leitora e lavadora de Elisa) para a realização desses
    testes.
    17. Com base nos resultados encontrados na validação dos testes
    diagnósticos, especialmente no que concerne aos valores de especificidade, kappa e
    VPP, conclui-se que a utilização da Rifi como única ferramenta de diagnóstico da LVC,
    em alguns municípios brasileiros, é um fator preocupante, No entanto, a decisão de
    contraindicar a utilização dessa técnica como único teste diagnóstico poderá interromper
    as ações de controle de reservatórios nesses municípios, principalmente por falta de kits
    de Elisa, devido o não-cumprimento do cronograma de entrega deste insumo por parte
    do laboratório produtor.
    18. O protocolo recomendando pelo grupo, utilizando o teste rápido
    imunocromatográfico como triagem e o Elisa como confirmatório, será implantado
    gradativamente, à medida que o fornecimento do insumo produza um estoque suficiente
    para tal. De acordo com o cronograma de entrega acertado com o laboratório, a previsão
    é iniciar a implantação a partir do mês de novembro de 2011, e espera-se que, até o final
    de 2012, todos os estados brasileiros estejam adotando o novo protocolo.
    19. Com vistas a avaliar a qualidade dos testes sorológicos utilizados na rede
    privada, a CGLAB/MS pretende adquirir os três kits produzidos pelos laboratórios da
    rede privada, no Brasil, para validá-los com o mesmo painel sorológico.
    20. No que refere ao diagnóstico da LVC no município de Teresina/PI,
    segundo o responsável pelo Programa das Leishmanioses do local, o município adota,
    há mais de um ano, apenas a Rifi (titulação 1:40) como ferramenta diagnóstica, pois os
    equipamentos utilizados para a realização dos testes de Elisa estão quebrados.
    21. Após as explanações técnicas, cabe a este Ministério da Saúde ressaltar
    que o protocolo utilizado pelo PVC-LV tem comprovado sua eficácia no diagnóstico da
    LVC canina. No entanto, faz-se necessário solucionar alguns problemas operacionais,
    especialmente em relação à intermitência no fornecimento de kits de Elisa, que
    inviabiliza a realização do protocolo com duas técnicas sequenciais, seja com o
    protocolo atual, seja com o protocolo utilizando o teste rápido imunocromatográfico
    como triagem.

    REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
    Lira, R. A. et al. Canine visceral leishmaniosis: A comparative analysis of the EIEleishmaniose-
    visceral-canina-Bio-Manguinhos and the IFI- leishmaniose-visceralcanina-
    Bio-Manguinhos kits,Brasil. Veterinary Parasitology, v.137, agosto, pp. 11-16,
    2006.
    Machado, J. G. et al. Comparação dos resultados dos métodos de imunofluorescência
    indireta e Elisa indireto no diagnóstico sorológico da leishmaniose visceral canina
    realizado pelos laboratórios de Belo Horizonte. MG, Brasil. Vet. e Zootec., v.14, n.1,
    jun., pp. 47-51, 2007.
    Shrout, P.E. Measurement reliability and agreement in psychiatry. Stat Methods Med
    Res., 7:301-17, 1998.
    Fonte : Ministério da Saúde