Importância da Classificação das Anemias

    Quando nos deparamos com o laudo do hemograma muitos deles apresentam anemia e é importante para o clínico conseguir compreender o mecanismo que desencadeia o distúrbio. A partir do momento que conseguimos associar alterações sejam elas morfológicas ou quantitativas ( avaliação dos índices hematimétricos - VGM e CHGM) à determinados tipos de enfermidades fica mais fácil chegar ao diagnóstico definitivo uma vez que consequentemente diminui-se o leque de diagnósticos diferenciais. Os esquemas aqui descritos tem a finalidade de auxiliar os clínicos veterinário na elucidação das anemias apresentadas por seus pacientes. 

Figura 1- Classificação das anemias com base na regeneração medular.

Figura 2 - Histograma das causas e alterações observadas nas anemias regenerativas 

Figura 3 - Histograma das causas das anemias regenerativas baseadas nos índices hematimétricos.

Técnicas Laboratoriais do Laboratório Clínico Veterinário

Técnicas Laboratoriais do Laboratório Clínico Veterinário  

1. Determinação do número de hemácias /microlitro de sangue  A) Técnica do tubo de ensaio Colocar 4 ml do diluente em tubo de ensaio Homogeneizar a amostra Com uma pipeta automática, aspirar 20 ml de sangue Limpar o sangue na parte externa da pipeta Adicionar o sangue ao diluente (diluição de 1:200) Homogeneizar a solução Preencher a câmara de Neubauer Lavar ao microscopio optico, em aumento de 400x Contar 5/25 quadrados do quadradro central da camara O total encontrado nos cinco quadrados deve ser multiplicado por 10.000 (Segundo Jain, 1993) B) Técnica da pipeta de Thoma para glóbulos vermelhos Homogeneizar a amostra Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma Limpar o sangue na parte externa da pipeta Completar com o diluente de Gower até a marca 101, obtendo-se uma diluição de 1:200 Homogeneizar a solução Desprezar as três primeiras gotas Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por alguns minutos Levar ao microscópio óptico, em aumento de 400x Contar 5/25 quadrados do quadrado central da câmara O total encontrado nos cinco quadrados deve ser multiplicado por 10.000 (Segundo Jain, 1993) 2. Determinação do Volume Globular ou Hematócrito  Homogeneizar a amostra Preencher um tubo capilar em aproximadamente 2/3 do seu comprimento com sangue Limpar a parte externa do tubo capilar Fechar a extremidade do lado oposto ao da entrada do sangue com a massa acrílica Colocar na microcentrífuga a parte com a massa virada para a borracha Centrifugar a 10.000 rpm por 5 minutos para carnívoros, eqüinos e durante 10 minutos para ruminantes, exceto caprinos que são necessários 15 minutos Realizar a leitura do cartão, sendo o resultado expresso em percentagem (%) (Segundo Schalm, 1974) 3. Determinação da Hemoglobina (Técnica com o reagente de Cianometahemoglobina) Homogeneizar a amostra Identificar tres tubosde ensaio com P (padrão), T (teste) e B (branco) Adicionar 5 ml de diluente em cada tubo Adicionar 20 ml de sangue notubo T e homogeneizar bem Adicionar 20 ml do padrão (kit comercial no tubo P e homogeneizar bem Deixar em repouso por 5 minutos Limpar o tubo que será utilizado no fotocolorímetro com uma gaze Zerar o aparelho com o branco Efetuar a leitura em filtro de 540 mm, em absorbância O valor do padrão é obtido dividindo-se por 10, pela sua leitura O valor do teste é obtido multiplicando-se o valor do padrão pela leitura do teste O resultado é dado em gramas por decilitro (g/dl) (Segundo Coles, 1984) 4. Determinação do número total de leucócitos/ ml de sangue A) Técnica do tubo de ensaio Colocar 0,4 ml do diluente em tubo de ensaio Homogeneizar a amostra Com uma pipeta automática, aspirar 20 ml de sangue Limpar o sangue na parte externa da pipeta Adicionar o sangue ao diluente (diluição de 1:20) Homogeneizar a solução Preencher a câmara de Neubauer Lavar ao microscópio óptico, em aumento de 100x Contar os quatro quadrados grandes da câmara O total encontrado nos quatro quadrados deve ser multiplicado por 52,5 Expressar o resultado como total de leucócitos/ml ou mm3 B) Técnica da pipeta de Thoma para Glóbulos Brancos Homogeneizar a amostra Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma Limpar o sangue na parte externa da pipeta Completar com o diluente de Turk até a marca 11, obtendo-se uma diluição de 1:20 Homogeneizar a solução Desprezar as três primeiras gotas Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por alguns minutos Levar ao microscópio óptico, em aumento de 100x Contar os quatro quadrados grandes da câmara O total encontrado nos quatro quadrados grandes deve ser multiplicado por 50 (segundo Jain, 1993) 5. Contagem diferencial de leucócitos (Técnica para confecção do esfregaço sangüíneo) Limpar bem a lamina para desengordurar Homogeneizar a amostra Colocar uma gota de sangue próxima a uma das extremidades da lamina e com outra lamina ou lamínula (como extensora), encostar na frente da gota e quando esta espalhar, arrastá-la para frente com um movimento rápido e homogêneo angulo entre a lamínula e a extensora deve ser de aproximadamente 45° Secar a lamina ao ar, imediatamente após a sua confecção Identificar a lamina com o nome do animal ou o numero da ficha Corar a lamina, iniciando do mais claro (álcool) para o mais escuro, deixando aproximadamente 10 segundos nos tres corantes do panótico Retirar sempre o excesso entre um corante e outro e lavar em água corrente após o ultimo corante Depois de seco, observar o esfregaço em microscópio óptico, a principio, em aumento de 400x para avaliação inicial da distribuição celular sucedido do reconhecimento, contagem e avaliação citomorfológica, feitos em aumento de 1000x (objetiva de imersão) (segundo Matos & Matos, 1995) 6. Contagem de plaquetas A) Contagem direta Homogeneizar a amostra Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma Limpar o sangue na parte externa da pipeta Completar com o diluente de Gower até a marca 101, obtendo-se uma diluição de 1:200 Homogeneizar a solução Desprezar as três primeiras gotas Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por 20 minutos em câmara úmida (placa de Petri com algodão embebido em água) Levar ao microscópio óptico, em aumento de 400x Contar 25 quadrados centrais do dois lados da câmara O total encontrado nos 25 quadrados deve ser multiplicado por 1.000 (Segundo Jain, 1993) B) Contagem Indireta  Homogeneizar a amostra Fazer o esfregaço sangüíneo Observar em objetiva de imersão (aumento de 1000x) Contar o número de plaquetas em 5 campos, com aproximadamente 100 hemácias cada Multiplicar o total de plaquetas pelo número de hemácias (Segundo Coles, 1984) 7. Urinálise Observar a coloração, odor, aspecto e volume Colocar 10 ml da amostra no tubo cônico e mergulhar a fita reativa na amostra Retirar o excesso da urina da fita (inclinado-a lateralmente em um papel tendo-se o cuidado para que um resultado não seja interferido pôr outro) Anotar os resultados pertinentes (glicose, proteína, billirrubina, urobilinogenio, cetona, sangue, Ph e nitrito) Colocar o tubo com amostra para centrifugar pôr 5 minutos a 1.500 rpm, para realização da sedimentoscopia · sobrenadante é desprezado deixando-se 0,5 ml do sedimento e este é colocado entre lamina e lamínula Observa-se em microscopio optico em aumento de 400x se apresenta leucocitos, eritrocitos, celulas epiuteliais, cilindros, bactérias, leveduras e fungos, cristais, espermatozoides. É importante mover o condensador para baixo Para verificação da densidade, coloca-se uma gota da amostra no refratômetro, observando-se a escala do lado direito (Segundo Matos & Matos, 1995) 8. Determinação da proteína plasmática total (PPT) e do fibrinogênio  Homogeneizar a amostra Preencher um tubo capilar em aproximadamente 2/3 do seu comprimento com sangue Limpar a parte externa do tubo capilar Fechar a extremidade do lado oposto ao da entrada do sangue com a massa acrílica Colocar na microcentrífuga a parte com a massa virada para a borracha Centrifugar a 10.000 rpm por 5 minutos para carnívoros, eqüinos e durante 10 minutos para ruminantes, exceto caprinos que são necessários 15 minutos Calibrar o refratômetro com agua destilada (o inicio da faixa azul deve estar no W), secar a plataforma Apos a centrifugação, com o tubo é realizada a dosagem do VG e da PPT, onde o tubo é quebrado acima da coluna de leucocitos e o plasma é colocado no refratômetro, previamente calibrado, fazendo-se então a leitura (ponto onde a linha azul se inicia na escala e é expresso em g/dl) O segundo tubo é levado ao banho maria a 56 ºC pôr tres minutos, para a coagulação do fibrinogênio, sendo centrifugado novamente pôr mais três minutos para que ocorra a precipitação do fibrinogênio A diferença entre a primeira leitura (PPT) e a Segunda (proteina sem fibrinogênio) é multiplicado pôr 1000 é o valor do fibrinogênio dado em mg/dl

NOTA TÉCNICA N°/2011 UVR/CGDT/DEVEP/SVS/MS

NOTA TÉCNICA N°/2011 UVR/CGDT/DEVEP/SVS/MS

Esclarecimentos sobre o diagnóstico sorológico da leishmaniose visceral canina utilizado na rede pública de saúde

MINISTÉRIO DA SAÚDE
SECRETARIA DE VIGILÂNCIA EM SAÚDE
Subcoordenação de Zoonoses Vetoriais e Raiva
Esplanada dos Ministérios, Edifício-Sede, 1º andar, Ala Norte
CEP 70.058-900 – Brasília-DF – Telefones: (61) 3213 - 8151/8150

NOTA TÉCNICA N° /2011 – UVR/CGDT/DEVEP/SVS/MS

Assunto: Esclarecimentos sobre o diagnóstico sorológico da leishmaniose visceral canina
utilizado na rede pública de saúde.

1. Cães infectados pela Leishmania chagasi, com ou sem sinais clínicos,
transmitem o parasito para os insetos vetores. Neste sentido, o diagnóstico clínico por si
só, muitas vezes, não é suficiente, sendo necessária a realização de exames laboratoriais.
2. As técnicas laboratoriais usualmente utilizadas para o diagnóstico da
Leishmaniose Visceral Canina (LVC), no mundo, são parasitológicas e sorológicas.
Sendo estas últimas mais indicadas para inquéritos epidemiológicos.
3. Não existem testes diagnósticos com 100% de sensibilidade e
especificidade para LVC. Os testes diagnósticos, para serem utilizados em saúde
pública, são avaliados sob todos os parâmetros, tais como: sensibilidade, especificidade,
valor preditivo negativo, valor preditivo positivo, reprodutibilidade, facilidade e
exequibilidade.
4. Os métodos diagnósticos sorológicos da LVC recomendados pelo
Programa de Vigilância e Controle da PVC-LV para os órgãos de saúde pública, no
Brasil, são utilizados na rotina e nos inquéritos caninos em municípios onde já houve
registro da doença. Esses métodos são o Ensaio Imunoenzimático (Elisa), como método
de triagem, e a Reação de Imunofluorescência Indireta (Rifi), (titulação > 1:40), como
confirmatório.
5. Os conjuntos diagnósticos utilizados para a realização dos testes
sorológicos possuem registro no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
(Mapa) e são produzidos pelo laboratório Bio-Manguinhos, da Fundação Oswaldo Cruz
– RJ.
6. Segundo Lira et al (2006), a avaliação desses kits de Elisa e Rifi em
associação mostrou uma sensibilidade de 92% e especificidade de 100%. Enquanto que,
quando utilizados separadamente, a Rifi apresentou sensibilidade de 68% e
especificidade de 87,5%, e o Elisa, sensibilidade de 72% e especificidade de 87,5%. Em
outra avaliação, Machado et. al. (2007) demonstraram que esses testes, analisados em
quatro laboratórios distintos, apresentaram, no mínimo, sensibilidade de 98,8% e
especificidade de 94,7% para a Rifi, e o Elisa obteve 98% de sensibilidade e 96,5% de
especificidade.
No estudo realizado por Lira et al (2006), o Valor Preditivo Positivo (VPP) e
Valor Preditivo Negativo (VPN) do Elisa foram, respectivamente, 90,0% e 66,7%. Os
resultados da análise de Rifi apresentaram valores de VPP e VPN de 89,5% e 63,6%,
respectivamente. Quando utilizados em associação, esses teste demonstraram VPP de
100% e VPN de 55,2%.
7. A concordância do valor de índice kappa para o Elisa foi de 0,975 (Lira
et al, 2006), ou seja, concordância substancial segundo parâmetros de Shrout (1998).
8. Cabe ressaltar que houve uma melhora significativa na qualidade do
diagnóstico laboratorial da LVC realizado na rede pública nos últimos anos. Esse fato se
deu pela preocupação do Ministério da Saúde em aprimorar as ferramentas utilizadas.
Os testes foram avaliados sob todos os parâmetros, para definição de testes sorológicos
a serem utilizados em saúde pública, como: sensibilidade, especificidade, valor
preditivo negativo, valor preditivo positivo, multiplicidade, facilidade e exequibilidade.
9. Os lotes de Elisa e Rifi, produzidos pelo laboratório Bio-Manguinhos,
além de passarem pelo controle de qualidade interno do próprio laboratório, antes de
serem disponibilizados ao MS, são encaminhados ao Laboratório de Referência
Nacional Funed/MG e passam por um segundo e rigoroso controle de qualidade. Os
resultados das avaliações realizadas pela Funed/MG demonstram que todos os lotes de
Rifi liberados para o uso na rede pública, em 2011, tiveram sensibilidade média acima
de 98,3% e a especificidade superior a 94,1%. Já nos de Elisa, a sensibilidade estava
acima de 95% e a especificidade foi de 100%.
Lotes com sensibilidade ou especificidade inferior a 90% não são liberados para
o uso em saúde pública. Esse protocolo de controle de qualidade adotado assegura a
confiança no diagnóstico laboratorial da rede pública, quando comparado à rede
privada, em que não há um controle de qualidade externo dos lotes utilizados.
10. É importante considerar que os resultados das análises de acurácia dos
testes diagnósticos podem variar bastante entre os estudos, pois dependem de alguns
aspectos relacionados ao desenho deles, tais como: o padrão ouro utilizado (técnicas
empregadas, tipos de amostras, definição de caso positivo e negativo), a prevalência da
doença na população em estudo e a seleção do padrão ouro negativo (área endêmica ou
área indene). Desta maneira, solicita-se que informações discordantes das aqui
apresentadas sejam informadas à Secretaria de Vigilância em Saúde (SVS/MS).
11. Um estudo que demonstre os reais valores de acurácia dos testes da LVC,
na prática dos programas de saúde pública, deve, de preferência, selecionar amostras de
cães de forma aleatória, de uma base populacional proveniente de área endêmica, onde
o padrão ouro positivo e negativo se origine dessa mesma amostra. Dessa forma,
estaremos avaliando a qualidade dos testes na situação encontrada na rotina dos serviços
de saúde de áreas endêmicas, onde existem animais infectados; animais não-infectados
que não tiveram contato com o parasito; e animais não-infectados que entraram em
contato com o parasito e podem ou não ter desenvolvido resposta imune contra este
parasito.
12. A seleção do padrão ouro negativo de áreas indenes não permite avaliar a
capacidade do teste de diferenciar, sorologicamente, animais infectados de animais nãoinfectados
que tiveram contato com o parasito, pois só existirão na amostra do padrão
ouro negativo animais que não tiveram contato com o parasito.
13. O grupo de animais não infectados, que tiveram contato com o parasito
em alguma fase de sua a vida, são, em tese, os mais difíceis de serem diferenciados
pelos testes sorológicos e representam uma parcela significativa da população canina de
áreas endêmicas. Esse grupo é responsável pela maior parte das discordâncias entre os
resultados do diagnóstico entre a rede pública de saúde e a privada.
14. Nesse sentido, o MS encomendou um estudo à Fundação Oswaldo Cruz
do Rio de Janeiro, cujo desenho de estudo considerou os pontos abordados nos
parágrafos anteriores. O estudo tinha como objetivo construir o painel sorológico de
1.600 cães, oriundos de quatro municípios endêmicos e de quatro regiões diferentes do
país, visando a utilizá-lo para validar os testes sorológicos da LVC atualmente
utilizados na rede pública de saúde; e do teste rápido imunocromatográfico que a Bio-
Manguinhos também pretendia produzir.
15. O relatório final do estudo foi elaborado no mês de maio de 2011 em
uma reunião da qual participaram representantes da Fiocruz/RJ, Funed/MG, Instituto
Aldofo Lutz/SP, Laboratório do Centro de Controle de Zoonoses de Campo
Grande/MS, Grupo Técnico das Leishmanioses/MS e Coordenação-Geral de
Laboratórios (CGLAB/MS). Com base nos resultados do estudo, as principais
considerações e recomendações do grupo foram:
I. Considerações
· O cenário utilizado, atualmente, no Programa de Vigilância e Controle da
Leishmaniose Visceral, realizando a triagem com o Elisa e o confirmatório com
a Rifi (1:40), apresentou sensibilidade e especificidade dentro do esperado.
Entretanto, nessa avaliação, o cenário que utilizou o teste rápido
imunocromatográfico como triagem e o Elisa como confirmatório demonstrou
melhor acurácia que os demais.
· Na avaliação da reprodutibilidade dos testes entre os laboratórios, observou-se
uma concordância substancial para os testes de Elisa; moderada para o teste
rápido imunocromatográfico; e fraca para as Rifis, segundo parâmetros de
Shrout (1998).
· É importante considerar a operacionalização dos testes e a oportunidade dos
resultados. O teste rápido imunocromatográfico, como teste de triagem,
apresenta vantagens e facilidades, tais como: rapidez, simplicidade, praticidade,
realização a partir de uma pequena amostra de sangue total, soro ou plasma,
além de não exigir equipamentos laboratoriais específicos, armazenamento sob
refrigeração e especialização tecnológica. O Elisa permite a realização de um
número maior de amostras e fornece resultados automatizados, eliminando a
subjetividade na leitura.
II. Recomendações
· A não-utilização da Rifi como teste único de diagnóstico da LVC.
· A substituição do cenário utilizado atualmente (triagem com Elisa e confirmação
com Rifi, titulação 1:40) pelo cenário que emprega o teste rápido
imunocromatográfico como teste de triagem e o Elisa como teste confirmatório.
· A realização do teste rápido imunocromatográfico utilizando-se sangue total,
soro ou plasma.
· A realização do Elisa utilizando-se soro sanguíneo.
· Estudos que avaliem o teste rápido imunocromatográfico quanto à
confiabilidade, utilizando-se amostras de sangue total e soro sanguíneo; e quanto
à capacidade de diferenciar cães vacinados de outros infectados.
16. Apesar da recomendação do PVC-LV, bem como do Relatório Final da
Reunião de Validação dos kits de diagnóstico da leishmaniose visceral canina, alguns
municípios utilizam apenas a Rifi (titulação > 1:40) como método diagnóstico. Os
motivos pelos quais não é feita a triagem com o Elisa nessas localidades são:
· A intermitência no fornecimento de kits de Elisa por parte do laboratório Bio-
Manguinhos;
· A falta de equipamentos (leitora e lavadora de Elisa) para a realização desses
testes.
17. Com base nos resultados encontrados na validação dos testes
diagnósticos, especialmente no que concerne aos valores de especificidade, kappa e
VPP, conclui-se que a utilização da Rifi como única ferramenta de diagnóstico da LVC,
em alguns municípios brasileiros, é um fator preocupante, No entanto, a decisão de
contraindicar a utilização dessa técnica como único teste diagnóstico poderá interromper
as ações de controle de reservatórios nesses municípios, principalmente por falta de kits
de Elisa, devido o não-cumprimento do cronograma de entrega deste insumo por parte
do laboratório produtor.
18. O protocolo recomendando pelo grupo, utilizando o teste rápido
imunocromatográfico como triagem e o Elisa como confirmatório, será implantado
gradativamente, à medida que o fornecimento do insumo produza um estoque suficiente
para tal. De acordo com o cronograma de entrega acertado com o laboratório, a previsão
é iniciar a implantação a partir do mês de novembro de 2011, e espera-se que, até o final
de 2012, todos os estados brasileiros estejam adotando o novo protocolo.
19. Com vistas a avaliar a qualidade dos testes sorológicos utilizados na rede
privada, a CGLAB/MS pretende adquirir os três kits produzidos pelos laboratórios da
rede privada, no Brasil, para validá-los com o mesmo painel sorológico.
20. No que refere ao diagnóstico da LVC no município de Teresina/PI,
segundo o responsável pelo Programa das Leishmanioses do local, o município adota,
há mais de um ano, apenas a Rifi (titulação 1:40) como ferramenta diagnóstica, pois os
equipamentos utilizados para a realização dos testes de Elisa estão quebrados.
21. Após as explanações técnicas, cabe a este Ministério da Saúde ressaltar
que o protocolo utilizado pelo PVC-LV tem comprovado sua eficácia no diagnóstico da
LVC canina. No entanto, faz-se necessário solucionar alguns problemas operacionais,
especialmente em relação à intermitência no fornecimento de kits de Elisa, que
inviabiliza a realização do protocolo com duas técnicas sequenciais, seja com o
protocolo atual, seja com o protocolo utilizando o teste rápido imunocromatográfico
como triagem.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Lira, R. A. et al. Canine visceral leishmaniosis: A comparative analysis of the EIEleishmaniose-
visceral-canina-Bio-Manguinhos and the IFI- leishmaniose-visceralcanina-
Bio-Manguinhos kits,Brasil. Veterinary Parasitology, v.137, agosto, pp. 11-16,
2006.
Machado, J. G. et al. Comparação dos resultados dos métodos de imunofluorescência
indireta e Elisa indireto no diagnóstico sorológico da leishmaniose visceral canina
realizado pelos laboratórios de Belo Horizonte. MG, Brasil. Vet. e Zootec., v.14, n.1,
jun., pp. 47-51, 2007.
Shrout, P.E. Measurement reliability and agreement in psychiatry. Stat Methods Med
Res., 7:301-17, 1998.

Fonte : Ministério da Saúde

TABELA DE REFERÊNCIAS

Tabela de referências dos principais parâmetros hematológicos das espécies canina e felina.

O QUE É RDW?

O QUE É RDW?

Polliana Alves Franco

Prof. Ma. Ciência Animal – UNIDERP ANHANGUERA  

Patologista Clínico responsável – Laboratório VetAnalisa

Muitos veterinários já perceberam a inclusão de novos parâmetros hematológicos nos laudos fornecidos pelos laboratórios veterinários. Um dos parâmetros mais úteis que são descritos no hemograma é o RDW que vêm gerando muitas dúvidas sobre o que é e qual sua finalidade.

O termo RDW (Red Cell Distribution Width) representa o coeficiente de variação da anisocitose eritrocitária também denominado amplitude de variação dos eritrócitos. Muitos que lerem este post irão se perguntar neste momento: “ O que significa isso ?”.

A anisocitose é a variação do tamanho das hemácias que em grande parte das anemias vai refletir indiretamente na produção de reticulócitos. Contudo a anisocitose observada por meio da visualização microscópica do esfregaço sanguíneo mostrou-se pouco confiável e subjetiva.

Laboratórios humanos ou veterinários dispõem de equipamentos automatizados capazes de quantificar com precisão o RDW por medir o grau de difusão da luz através das partículas. Este parâmetro reflete os diferentes tamanhos das hemácias existentes numa amostra sanguínea e é considerado o método mais sensível para determinar o grau de anisocitose.

Daí surge um novo questionamento: E de que me adianta saber o grau de anisocitose?

Para entender qual a finalidade do RDW, basta responder a seguinte questão:  Seria interessante saber se a medula de um animal com anemia severa está respondendo ou não?

Alguns estudos apontam que os valores de RDW são proporcionais a contagem de reticulócitos, ou seja, quanto mais elevado o valor obtido do RDW mais acentuada a resposta medular através de produção e liberação de reticulócitos para a circulação.

Na espécie eqüina, por exemplo, a observação de reticulócitos no sangue periférico é rara e mesmo em condições de eritropoese intensa as hemácias são liberadas da medula óssea para a circulação quando finalizam o processo de maturação. Por esse motivo os valores de RDW em eqüinos são fundamentais no estudo da anemia para identificar o aumento da eritropoiese.

O valor de RDW pode ser analisado em associação com o VGM o que auxilia no diagnóstico diferencial das anemias por hemólise, hemorragia, deficiência nutricional e de ferro ou desordens hipoproliferativas.

Tabela- Interpretação das anemias baseada nos valores de RDW E VGM baseada em D’Avila, 2011.

ASSOCIAÇÃO	CAUSA
VGM ELEVADO, RDW ELEVADO	Alta quantidade de reticulócitos (como exemplos, anemia hemolítica, recém nascidos, hemorragia)
VGM NORMAL, RDW ELEVADO	Desordens nutricionais, desordens hemolíticas
VGM DIMINUIDO, RDW ELEVADO	Deficiência de ferro
VGM NORMAL, RDW NORMAL	Desordens hipoproliferativas

Referência Bibliografica

D´AVILA, A. E. R. Parâmetros hematológicos e classificação de anemia em uma população de cães atendidos no Lacvet – UFRGS. Universidade Federal do Rio Grande do Sul. Monografia de Residência. 59 p. Porto Alegre, 2011.

FLAIBAN, K. K. M. C., BALARIN, M. R. S. Estudo comparativo entre a amplitude de variação dos eritrócitos (RDW – Red Blood Cell Distribution Width) e o Volume Globular (VG), Volume Globular Médio (VGM) e a presença de anisocitose em extensão sanguínea de cães. Semina: Ciências Veterinárias, v. 25, n. 2, p. 125-130, 2004.

WEISER, M.G. Erithrocyte volume distribution analysis in health dogs, horses, and dairy cattle. Am. J. Vet. Res., v.43, p.163-66, 1982.

Evitando erros pré-analíticos

Evitando erros pré-analíticos 

       O resultado correto dos exames laboratoriais dependem do controle de três tipos de variáveis: as pré analíticas, as analíticas e as pós analíticas. A fase pré analítica consiste na preparação do paciente, na escolha do recipiente no qual a amostra será encaminhada e de que maneira esse material tem que ser armazenado até sua análise. A fase analítica corresponde à etapa de execução do teste propriamente dita. A fase pós analítica inicia-se no laboratório e envolve os processos de liberação de laudos, encerrando-se após o médico receber o resultado final, interpretá-lo e tomar sua decisão.

       Quando avaliados os cuidados com a amostra na fase pré analitica , ou seja que ocorre antes do processamento, estamos nos referindo desde a seleção do exame que será realizado, como paciente será preparado para a coleta, identificação correta do material ( nome do animal e proprietário) e acondicionamento desta amostra. 

       A padronização dos métodos de coleta e manuseio de amostras biológicas é a maneira com que o médico veterinário pode diminuir os erros na fase de pré analise que são responsáveis por aproximadamente 70 % dos problemas com resultados dos exames laboratoriais.

      Fatores como Jejum, exercícios e relacionados estado de estress e medo podem alterar a análises de química sérica e avaliação hematológica de muitos pacientes animais.

      Um exemplo comum é de quando o animal é submetido a exercícios e coleta-se logo após seu sangue para análise. O hematócrito apresenta-se elevado, principalmente naqueles que apresentam maior resposta a esplenocontração. Os animais muito agitados pode também liberar epinefrina e os níveis elevados desse hormônio acarretam na elevação dos níveis séricos de glicose e alterações no leucograma, nestes casos caracteriza-se pelo aumento numérico de linfócitos e neutrófilos circulantes.

      Em outras situações quando a presença de corticóides exógenos ou endógenos, na corrente sanguínea é observado frequentemente o "leucograma de estress" sendo notado neutrofilia madura com linfopenia e eosinopenia. A administração de glicocorticóides pode alterar a contagem total e diferencial. A bioquímica sérica é comprometida por aumento de enzimas dosadas para avaliação hepática como aa Fosfatase alcalina sérica e a Alanina amino transferase. A administração prolongada de corticosteóides interferem no catabolismo protéico o que pode alterar os níveis de uréia circulante.

       O jejum é indicado para os principais exames, o hemograma e testes bioquímicos são exemplos comuns. O paciente deve ficar de jejum de 8 a 10 horas para que seja evitado o envio de amostras que apresentem lipemia. as amostras lipêmicas possuem níveis elevados de glicose e lipídeos. A análise dessas amostra é mais difícil, necessitando muitas vezes de diluição e provocam elevação da atividade de enzimas como a Ast, lactato dessidrogenase e bilirrubinas, além de predispor a hemólise in vitro.  

       Saber selecionar o local adequado para coleta, a identificação, o acondicionamento e armazento são de responsabilidade do clínico até as amostras sejam encaminhadas ao laboratório. A coleta de sangue na maioria das espécie se faz pela veia jugular por exemplo. Na identificação deve sempre constar nome do proprietário, do paciente e informações que identifiquem a clínica veterinária solicitante. O tipo de anticoagulante utilizar na amostra sanguínea depende  do teste que será solicitado, existem basicamente quatro tipos de anticogulantes: EDTA, heparina, fluoreto e citrato . O manuseio da amostra sanguínea deve ser cauteloso visando a prevenção de hemólise,  uma vez que substâncias presentes no plasma ou soro estão presentes em maior concentração dentro das hemácias.

       A conservação da amostra depende muito do tipo de análise que será realizada. Os exames que devem ser conservados a temperatura de a 4-8 graus como a análise  hematológica deve ser efetuada em até três horas a partir da coleta, a maioria das análise quimicas são estáveis  por três dias ( desde que o soro seja separado), a dosagem de glicose plasmática conservada em fluoreto pode ser realizada em até 8 horas. A análise de amostras como líquidos cavitários, líquido celaforraquidiano e urina devem ser realizados o mais rápido possível, uma exceção para amostras urinárias refrigeradas e protegidas da luz que podem ser analisadas em até 6 horas. 

Referência Bibliográfica 

Guimarães, A. C.; Wolfart, M.; Brisolara, M. L. L.; Dani, C. O Laboratório clínico e os erros pré-analíticos. Revista Hospital de Clínica de Porto Alegre. ed 31, p.66-72, 2011. 

Meyer, D. J.; Coles, E. H. Rich, L. J. Medicina Laboratorial Veterinária- Interpretação e diagnóstico. São Paulo:Roca, 1995.

Kerr, M. G. Exames Laboratoriais em Medicina Veterinária. São Paulo: Roca, 2003. 

Descrição macroscópica de amostra para Histopatologia

Descrição macroscópica de amostra para Histopatologia

   1.     Identificação do material

a.     Nome do paciente, espécie, raça, idade, sexo e nome do proprietário.

b.    Descrever tipo de lesão observada na clínica: Úlcera, Erosão, Pápula, Nódulo ( < 2cm), Tumor (> 2cm), Vesícula, Pústula, Mácula ou Placa.

c.     A quantidade de peças ou fragmentos encaminhados

d.    Devem ser descritos como biópsia fragmentos de amostras (< 2cm) e peça cirúrgica quando for enviado o órgão íntegro.

   2.     Forma:

a.     Redondo, esférico, oval, retangular, losangular, cilíndrico, cônico, papilar,

digitiforme, nodular, irregular.

   3.     Medida:

a.     Comprimento x largura x altura, em mm ou cm

   4.     Coloração externa:

a.     Branco, amarelo claro, amarelo-alaranjado, verde claro, verde escuro, pardo

claro, pardo escuro, preta, vermelha, laranja, café, marron.

   5.     Consistência:

a.     Líquida, pastosa, friável, mole, cística, elástica, firme, firme-elástica,

pétrea.

   6.     Superfície externa ou de corte:

a.     Homogênea, heterogênea, granulosa, lisa,áspera, microgranular, acrogranular, lobular, espicular, sólida, cavitária, projeçõesdigitiformes, capsuada, septada.

Cuidados para envio:

   1.  Acondicionar em recipientes contendo formol 10 % colocado em volume cerca de 10 vezes maior que o da peça.

   2.  O tamanho do recipiente deve ser compatível com o volume da peça afim de se evitar deformações. 

    3. Nunca o material deverá ser enviado em soro fisiológico ou água.

   4. Quando encaminhado na forma de biópsia esta deve ter no máximo 2 cm para que haja fixação adequada pela formalina.

   5. Caso sejam encaminhadas lâminas para avaliação citológica estas jamais deveram ser manipuladas próximo ao material encaminhado para avaliação histológica, pois a simples presença de vapores de formol deterioram o material.

Referências:

Franco, M. Patologia: processos gerais. São Paulo: Atheneu, 2010