Efeitos do excesso de EDTA na amostra sanguínea

Avaliação morfológica das células sanguíneas de coelho

Figura 1- Células sanguíneas de coelho. Panótico. Objetiva 100x.

Figura 2- Monócito em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

Figura 3- Três heterófilos e uma eosinófilo ( seta) em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

Figura 4-  Linfócito em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

Figura 5- Heterófilo em esfregaço sanguineo de coelho.Panótico. Objetiva 100x.

Células sanguíneas de Jabuti piranga ( Geochelone carbonaria)

Nossa querida colaboradora dessa semana foi a Jabuti Pretinha, trazida por Samira estagiária do laboratorio de Patologia, que após machucar o membro anterior esquerdo veio ao lab realizar exames para avaliar como anda sua saúde. 

Lâminas realizadas com a Coloração de Giemsa: Os eritrócitos nucleados maduros não estão marcados. Os linfócitos foram representados por setas azuis. Os trombócitos com setas vermelhas. Os heterófilos marcados com setas amarelas. Os monócitos estão com setas brancas. Basófilos são referenciados com setas verdes. Eritrócito imaturos policromatófilos estão com a seta laranja.

Lâmina corada pelo método de azul de cresil brilhante evidencia a presença de reticulócitos ( setas pretas).

Anemia microcítica em animais domésticos

ANEMIA MICROCÍTICAS EM ANIMAIS DOMÉSTICOS

MICROCYTIC ANEMIA IN DOMESTIC ANIMALS

ETIOLOGIA E DIAGNÓSTICO LABORATORIAL

Polliana Alves Franco, M.V. M.S.c. Ciência Animal - UFMS

VetAnalisa – Laboratório Veterinário

Rua Professor Severino Ramos de Queirós, 226.

Vila Glória. Campo Grande – MS

Contato: ( 67) 3201-6012 / 9244-9229

Site: www.vetanalisa.com.br

A anemia é um distúrbio hematológico caracterizado pela redução simultânea dos valores de volume globular (VG), número de eritrócitos circulantes e teor de hemoglobina. As principais causas estão correlacionadas com processos hemolíticos, perda sanguínea e hipo ou aplasia medular. De maneira didática são classificadas em microcíticas, normocíticas e macrocíticas, essa determinação vem da avaliação do Volume Corpuscular Médio (VCM) que tem relação direta com o tamanho das hemácias. A anemia de pacientes que apresentam valores de VCM abaixo dos observados para a referência da espécie são  denominadas como do tipo microcítica, ou seja, as hemácias apresentam   tamanho médio reduzido.  

                A teoria para que as hemácias produzidas pela medula óssea tornem-se menores é justificada pelo fato de que elas tem que carrear certo nível de hemoglobina no seu interior. No momento que a produção da molécula de hemoglobina é ineficiente há a indução de mitoses adicionais mantendo os níveis de hemoglobina de uma hemácia normocítica em um corpúsculo de menor tamanho.  A princípio esse mecanismo funciona porém com a progressão da doença observa-se que a Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM)  tende  a reduzir alterando a classificação a anemia microcítica normocrômica inicial  para  uma anemia microcítica hipocrômica.

Figura 1 – Esfregaço sanguíneo de cão apresentando microcitose e hipocromia. Coloração de Panótico. Objetiva 100x.

As causas primárias (TABELA 1) deste tipo específico de anemia são: a deficiência de ferro (Fe ²⁺), seja ela por deficiência nutricional, distrúrbio metabólico ou perda sanguínea.   O conhecimento das causas primárias permite gerar uma série de diagnósticos diferenciais que podem afetar os animais tais como as endoparasitoses, hemorragias crônicas, coagulopatias, anemia da inflamação, neoplasias e deficiências nutricionais.

A deficiência de ferro nutricional é inicialmente normocrômica e a medida que os estoques de ferro corpóreo vão reduzindo as hemácias microcíticas consequentemente serão produzidas. Como o leite contém pouco ferro os animais recém nascidos em fase de crescimento são mais predispostos a desenvolver anemia secundária a deficiência do mineral.

A anemia causada pela perda crônica de sangue é ocasionada pela deficiência do Fe ²⁺. O Ferro não é o único componente perdido capaz de influenciar no processo de anemia, porém é o que detém  papel principal. A perda sanguínea para o meio externo de modo crônico pode ocorrer tanto pelo trato gastrointestinal como pelo trato urinário. A reticulocitose pode estar presente até que haja depleção dos estoques de ferro.

A patogenia da anemia causada pela Doença Inflamatória Crônica (DIA) envolve mecanismos que alteram a sobrevida dos eritrócitos (elevação de IL-1 e lesões oxidativas), a diminuição da mobilização do Fe ²⁺ e hipoplasia da série eritrocitária. A sua ocorrência é comum nos mamíferos uma vez que está associada a doenças como neoplasias malignas, processos inflamatórios crônicos, infecções bacterianas, fúngicas e por protozoários, geralmente é normocítica normocrômica, mas pode progredir para a microcitose.

A anemia causada pela deficiência de Cobre em suínos e cães está relacionada ao transporte do Ferro. Quando há deficiência de Cobre existe menor atividade da oxidase férrica que diminui a absorção intestinal e diminui a liberação do ferro para fora dos macrófagos o que consequentemente o torna indisponível levando a síntese defeituosa da Hemoglobina.

O mecanismo causador da anemia em animais com Shunts portossistêmicos não foram totalmente esclarecidos, acredita-se que ocorra deficiência funcional do Fe ²⁺ decorrente do prejuízo na síntese de moléculas carreadoras secundária ao dano hepático.

 A Diseritropoese em cães da raça English Springer Spaniel é um distúrbio familiar de patogenia desconhecida que causa polimiopatia, megaesôfago, cardiopatia e anemia microcítica não regenerativa. A avaliação sanguínea desses animais revela rubricitose, esferocitose, codocitose, dacriocitose, esquizocitose e eritrócitos vacuolizados.

     Os achados laboratoriais observados no esfregaço sanguíneo incluem alterações morfológicas nas hemácias, além da microcitose, pois elas são mais propensas a danos estruturais. Ainda podem ser encontrados leptocitose, codocitose, hipocromia, anisocitose, poliquilócitose, hemácias fragmentadas (esquistócitos) e em alguns casos trombocitose.

A terapêutica nesses casos deve levar em consideração o diagnóstico etiológico primário, posto que a simples reposição do ferro perdido pode não ser suficiente para cessar o mecanismo pelo qual a anemia foi gerada. A transfusão sanguínea pode ser utilizada como medida a ser tomada em casos de urgência, porém os clínicos veterinários devem ter em mente que a anemia não é a causa e sim uma anormalidade secundária provocada por um distúrbio crônico importante que pode em alguns casos ter prognóstico desfavorável.

Tabela 1 – Principais causas de anemia microcítica normocrômica ou hipocrômica em animais domésticos.

·         Deficiência de ferro (semanas a meses)

· Hemorragia externa crônica (úlceras gastrointestinal e hematúria)

·         Deficiência de Cobre

·         Deficiência de vitamina B6 – piridoxona

·         Shunts porto sistêmico

·         Doença Inflamatória Crônica

·         Insuficiência hepática

·         Envenenamento por Molibdênio

·   Diseritropoese em cães da raça English Springer Spaniel

MICROCITOSE EM ANIMAIS NÃO ANÊMICOS

· · ·

Alguns cães da raça Akita e Shiba tem valores de VCM mais baixos que a referência estabelecida para a espécie canina que variando em torno de 50 a 60 fL. Outros cães de origem japonesa como Jindo, Chow chow e Sharpei podem apresentar hemácias com valores de volume médios inferiores aos valores de normalidade. Potros e filhotes de gatos possuem valores de VCM menores quando comparados aos animais de idade adulta.

Referência Bibliográfica

FLEISCHMAN, W. Anemia: Determining the Cause. Compendium: Continuing Education for Veterinarians. p. E1- E9. 2012.

GARCIA, C. Z., HERRERA, M. de S., JÚNIOR, J. M. F., ALMEIDA, M. F., RAMOS, M. H. F., SACCO, S. R. Anemia microcítica em pequenos animais. Revista Científica Eletrônica de Medicina Veterinária. Ano VI, n. 11. 2008.

HARVEY, J.W. Microcytic Anemias. In: FELDMAN, B.F.; ZINKL, J.G.; JAIN, N.C. Schalm’s Veterinary Hematology. 5.ed. Philadelphia: Lippincott Williams&Wilkins, p.200-204, 2000.

MEYER, D. J. , COLES, E. H., RICH, L. J. Medicina de Laboratório Veterinária. Primeira edição. São Paulo: Roca, p. 11 – 23. 1995.

SOETAN, K. O., OLAIYA, C. O., OYEWOLE, O. E. The importance of mineral elements for humans, domestic animals and plants: A review. African Journal of Food Science. Vol. 4(5) p. 200-222, 2010.

STOCKHAM, S. L. & SCOTT, M. A. Fundamentos de Patologia Clínica Veterinária. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan. 2 ed. p. 90-186. 2008.

Agentes Infecciosos observados por análise citológica

Cuidados com a amostra citológica

Métodos de coleta de amostras citológicas

CITOPATOLOGIA

Seminoma Canino

Figura 1 - Avaliação citológica de seminoma canino. Células com padrão de cromatina reticulado, alta relação núcleo citoplasma e citoplasma basifílico. Giensa. Objetiva 100x. 

Comentário do patologista: 

 Os sinais clínicos, apesar de incomuns, associados a enfermidade são feminização, prostatite, adenomas perianais e aumento testicular uni ou bilateral. Os seminomas são capazes de  secretar de hormônios andrógenos e dessa maneira podem levar ao aumento patológico da prostata. A orquiectomia é indicada como medida terapêutica nos casos diagnosticadas deste tipo de neoplasia.

Importância da Classificação das Anemias

    Quando nos deparamos com o laudo do hemograma muitos deles apresentam anemia e é importante para o clínico conseguir compreender o mecanismo que desencadeia o distúrbio. A partir do momento que conseguimos associar alterações sejam elas morfológicas ou quantitativas ( avaliação dos índices hematimétricos - VGM e CHGM) à determinados tipos de enfermidades fica mais fácil chegar ao diagnóstico definitivo uma vez que consequentemente diminui-se o leque de diagnósticos diferenciais. Os esquemas aqui descritos tem a finalidade de auxiliar os clínicos veterinário na elucidação das anemias apresentadas por seus pacientes. 

Figura 1- Classificação das anemias com base na regeneração medular.

Figura 2 - Histograma das causas e alterações observadas nas anemias regenerativas 

Figura 3 - Histograma das causas das anemias regenerativas baseadas nos índices hematimétricos.

Técnicas Laboratoriais do Laboratório Clínico Veterinário

Técnicas Laboratoriais do Laboratório Clínico Veterinário  

1. Determinação do número de hemácias /microlitro de sangue  A) Técnica do tubo de ensaio Colocar 4 ml do diluente em tubo de ensaio Homogeneizar a amostra Com uma pipeta automática, aspirar 20 ml de sangue Limpar o sangue na parte externa da pipeta Adicionar o sangue ao diluente (diluição de 1:200) Homogeneizar a solução Preencher a câmara de Neubauer Lavar ao microscopio optico, em aumento de 400x Contar 5/25 quadrados do quadradro central da camara O total encontrado nos cinco quadrados deve ser multiplicado por 10.000 (Segundo Jain, 1993) B) Técnica da pipeta de Thoma para glóbulos vermelhos Homogeneizar a amostra Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma Limpar o sangue na parte externa da pipeta Completar com o diluente de Gower até a marca 101, obtendo-se uma diluição de 1:200 Homogeneizar a solução Desprezar as três primeiras gotas Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por alguns minutos Levar ao microscópio óptico, em aumento de 400x Contar 5/25 quadrados do quadrado central da câmara O total encontrado nos cinco quadrados deve ser multiplicado por 10.000 (Segundo Jain, 1993) 2. Determinação do Volume Globular ou Hematócrito  Homogeneizar a amostra Preencher um tubo capilar em aproximadamente 2/3 do seu comprimento com sangue Limpar a parte externa do tubo capilar Fechar a extremidade do lado oposto ao da entrada do sangue com a massa acrílica Colocar na microcentrífuga a parte com a massa virada para a borracha Centrifugar a 10.000 rpm por 5 minutos para carnívoros, eqüinos e durante 10 minutos para ruminantes, exceto caprinos que são necessários 15 minutos Realizar a leitura do cartão, sendo o resultado expresso em percentagem (%) (Segundo Schalm, 1974) 3. Determinação da Hemoglobina (Técnica com o reagente de Cianometahemoglobina) Homogeneizar a amostra Identificar tres tubosde ensaio com P (padrão), T (teste) e B (branco) Adicionar 5 ml de diluente em cada tubo Adicionar 20 ml de sangue notubo T e homogeneizar bem Adicionar 20 ml do padrão (kit comercial no tubo P e homogeneizar bem Deixar em repouso por 5 minutos Limpar o tubo que será utilizado no fotocolorímetro com uma gaze Zerar o aparelho com o branco Efetuar a leitura em filtro de 540 mm, em absorbância O valor do padrão é obtido dividindo-se por 10, pela sua leitura O valor do teste é obtido multiplicando-se o valor do padrão pela leitura do teste O resultado é dado em gramas por decilitro (g/dl) (Segundo Coles, 1984) 4. Determinação do número total de leucócitos/ ml de sangue A) Técnica do tubo de ensaio Colocar 0,4 ml do diluente em tubo de ensaio Homogeneizar a amostra Com uma pipeta automática, aspirar 20 ml de sangue Limpar o sangue na parte externa da pipeta Adicionar o sangue ao diluente (diluição de 1:20) Homogeneizar a solução Preencher a câmara de Neubauer Lavar ao microscópio óptico, em aumento de 100x Contar os quatro quadrados grandes da câmara O total encontrado nos quatro quadrados deve ser multiplicado por 52,5 Expressar o resultado como total de leucócitos/ml ou mm3 B) Técnica da pipeta de Thoma para Glóbulos Brancos Homogeneizar a amostra Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma Limpar o sangue na parte externa da pipeta Completar com o diluente de Turk até a marca 11, obtendo-se uma diluição de 1:20 Homogeneizar a solução Desprezar as três primeiras gotas Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por alguns minutos Levar ao microscópio óptico, em aumento de 100x Contar os quatro quadrados grandes da câmara O total encontrado nos quatro quadrados grandes deve ser multiplicado por 50 (segundo Jain, 1993) 5. Contagem diferencial de leucócitos (Técnica para confecção do esfregaço sangüíneo) Limpar bem a lamina para desengordurar Homogeneizar a amostra Colocar uma gota de sangue próxima a uma das extremidades da lamina e com outra lamina ou lamínula (como extensora), encostar na frente da gota e quando esta espalhar, arrastá-la para frente com um movimento rápido e homogêneo angulo entre a lamínula e a extensora deve ser de aproximadamente 45° Secar a lamina ao ar, imediatamente após a sua confecção Identificar a lamina com o nome do animal ou o numero da ficha Corar a lamina, iniciando do mais claro (álcool) para o mais escuro, deixando aproximadamente 10 segundos nos tres corantes do panótico Retirar sempre o excesso entre um corante e outro e lavar em água corrente após o ultimo corante Depois de seco, observar o esfregaço em microscópio óptico, a principio, em aumento de 400x para avaliação inicial da distribuição celular sucedido do reconhecimento, contagem e avaliação citomorfológica, feitos em aumento de 1000x (objetiva de imersão) (segundo Matos & Matos, 1995) 6. Contagem de plaquetas A) Contagem direta Homogeneizar a amostra Aspirar o sangue até a marca 0,5 da pipeta de Thoma Limpar o sangue na parte externa da pipeta Completar com o diluente de Gower até a marca 101, obtendo-se uma diluição de 1:200 Homogeneizar a solução Desprezar as três primeiras gotas Preencher a câmara de Neubauer e deixa-la em repouso por 20 minutos em câmara úmida (placa de Petri com algodão embebido em água) Levar ao microscópio óptico, em aumento de 400x Contar 25 quadrados centrais do dois lados da câmara O total encontrado nos 25 quadrados deve ser multiplicado por 1.000 (Segundo Jain, 1993) B) Contagem Indireta  Homogeneizar a amostra Fazer o esfregaço sangüíneo Observar em objetiva de imersão (aumento de 1000x) Contar o número de plaquetas em 5 campos, com aproximadamente 100 hemácias cada Multiplicar o total de plaquetas pelo número de hemácias (Segundo Coles, 1984) 7. Urinálise Observar a coloração, odor, aspecto e volume Colocar 10 ml da amostra no tubo cônico e mergulhar a fita reativa na amostra Retirar o excesso da urina da fita (inclinado-a lateralmente em um papel tendo-se o cuidado para que um resultado não seja interferido pôr outro) Anotar os resultados pertinentes (glicose, proteína, billirrubina, urobilinogenio, cetona, sangue, Ph e nitrito) Colocar o tubo com amostra para centrifugar pôr 5 minutos a 1.500 rpm, para realização da sedimentoscopia · sobrenadante é desprezado deixando-se 0,5 ml do sedimento e este é colocado entre lamina e lamínula Observa-se em microscopio optico em aumento de 400x se apresenta leucocitos, eritrocitos, celulas epiuteliais, cilindros, bactérias, leveduras e fungos, cristais, espermatozoides. É importante mover o condensador para baixo Para verificação da densidade, coloca-se uma gota da amostra no refratômetro, observando-se a escala do lado direito (Segundo Matos & Matos, 1995) 8. Determinação da proteína plasmática total (PPT) e do fibrinogênio  Homogeneizar a amostra Preencher um tubo capilar em aproximadamente 2/3 do seu comprimento com sangue Limpar a parte externa do tubo capilar Fechar a extremidade do lado oposto ao da entrada do sangue com a massa acrílica Colocar na microcentrífuga a parte com a massa virada para a borracha Centrifugar a 10.000 rpm por 5 minutos para carnívoros, eqüinos e durante 10 minutos para ruminantes, exceto caprinos que são necessários 15 minutos Calibrar o refratômetro com agua destilada (o inicio da faixa azul deve estar no W), secar a plataforma Apos a centrifugação, com o tubo é realizada a dosagem do VG e da PPT, onde o tubo é quebrado acima da coluna de leucocitos e o plasma é colocado no refratômetro, previamente calibrado, fazendo-se então a leitura (ponto onde a linha azul se inicia na escala e é expresso em g/dl) O segundo tubo é levado ao banho maria a 56 ºC pôr tres minutos, para a coagulação do fibrinogênio, sendo centrifugado novamente pôr mais três minutos para que ocorra a precipitação do fibrinogênio A diferença entre a primeira leitura (PPT) e a Segunda (proteina sem fibrinogênio) é multiplicado pôr 1000 é o valor do fibrinogênio dado em mg/dl